anisopliae TI6301
Metarhizium anisopliae TI6301
| Livestock Research for Rural Development 32 (7) 2020 | LRRD Search | LRRD Misssion | Guide for preparation of papers | LRRD Newsletter | Citation of this paper |
El objetivo de este estudio fue evaluar la eficacia del aislamiento nativo de Metarhizium anisopliae (TI6301) para el control de garrapatas Rhipicephalus microplus teleoginas del ganado bovino en condiciones in vitro. En placas de petri de 90 mm de diámetro con papel filtro en el fondo, y un algodón humedecido con agua destilada estéril, se colocaron 10 garrapatas en cada una, y se aplicaron los tratamientos por triplicado: T0 (control; agua destilada estéril+Tween 80® al 0.1%); T1 (Amitraz® 1 mL/L de agua); T2 (Garrakill® 1 mL/L de agua); T3 (1x106 conidios/mL); T4 (0.5x107 conidios/mL); T5 (1x107 conidios/mL); T6 (0.5x108 conidios/mL) y T7 (1x108 conidios/mL), se comprobó la mortalidad acumulada total, mortalidad confirmada, la dosis letal media 50 (DL50) y 90 (DL 90), al día 15 post inoculación.
El T7 provocó la mayor mortalidad de garrapatas. La mortalidad para los tratamientos químicos T1 y T2 fueron inferiores a las del bioplaguicida. En el T0 no hubo mortalidad durante el estudio. La DL50 fue (6.01x107 conidios/mL) y la DL90 (1.72x1010 conidios/mL). Los resultados obtenidos en condiciones de laboratorio demostraron que la concentración (1x108 conidios/mL) del aislamiento nativo de Metarhizium anisopliae TI6301 constituye una alternativa ecológica para el control de garrapatas teleoginas adultas.
Palabras claves: bovinos, control biológico, garrapatas teleoginas, hongo entomopatógeno nativo
The objective of this study was to evaluate the efficacy of the native isolation of Metarhizium anisopliae (TI6301) for the control ofteleogin Rhipicephalus microplus ticks of cattle under in vitro conditions. In 90 mm diameter petri dishes with filter paper at the bottom, and a cotton pad moistened with sterile distilled water, 10 ticks were placed in each one, and the treatments were applied in triplicate: T0 (control; sterile distilled water + Tween 80® 0.1%); T1 (Amitraz® 1mL/L of water); T2 (Garrakill® 1mL/L of water); T3 (1x106 conidia/mL); T4 (0.5x107 conidia/mL); T5 (1x107 conidia/mL); T6 (0.5x108 conidia/mL) and T7 (1x10 8 conidia/mL), total cumulative mortality, confirmed mortality, 50 mean lethal concentration (MLC50) and 90 (MLC90) were checked, at day 15 post inoculation.
The T7 caused the highest mortality of ticks. Mortality for chemical treatments T1 and T2 were lower than those of the biopesticide. In T0 there was no mortality during the study. The MLC50 was (6.01x10 7 conidia/mL) and the MLC90 (1.72x1010 conidia/mL). The results obtained under laboratory conditions showed that the concentration (1x108 conidia/mL) of the native isolation of Metarhizium anisopliae TI6301 constitutes an ecological alternative for the control of adult teleogin ticks.
Key words: cattle, biological control, teleogin ticks, native entomopathogenic fungus
La garrapata (Rhipicephalus microplus) es un ectoparásito hematófago que se encuentra con frecuencia en bovinos, en regiones tropicales y subtropicales (Rodríguez y Pulido 2015). Las garrapatas afectan al 80% del ganado bovino mundial, con pérdidas de 7000 millones de dólares, y de esos 1000 millones corresponde a Latinoamérica (Polanco y Ríos 2016). De acuerdo con Vasco (2012), en las explotaciones ganaderas de las zonas tropicales y subtropicales de Ecuador existe una alta incidencia de garrapatas que causan problemas directos como: daños en la piel, pérdida de sangre asociada con altas cargas parasitarias, lo que causa estrés permanente y anemia, pérdidas en la ganancia de peso, disminución de la producción de carne y leche; e indirectos como: la transmisión de las enfermedades Babesia bovis y Babesia bigemina.
En el ámbito mundial se han utilizado diferentes estrategias para controlar estos ectoparásitos, a través del manejo integrado con control inmunológico por medio de vacunas y compuestos químicos, como piretroides, organofosforados y carbamatos (Rodríguez-Vivas et al 2014). Sin embargo, el uso indiscriminado de estos insecticidas ha favorecido la residualidad en diferentes componentes del ecosistema y la aparición de poblaciones de garrapatas resistentes a estos productos (Rodríguez y Pulido 2015).
Por otra parte, existen reportes que, en otros países se están empleando eficientemente estrategias de control biológico para este ectoparásito, mediante el uso de hongos entomopatógenos como: Beauveria bassiana, Metarhizium anisopliae, Paecilomyces farinosus, Verticillium lecanii y combinaciones de éstos. En condiciones in vitro e in vivo Metarhizium anisopliae ha demostrado eficacia del 50 al 100% en el control de todas las fases de desarrollo de las garrapatas, afectando su índice reproductivo, longevidad, eclosión, entre otros (Rodríguez-Alcocer et al 2014).
No obstante, se desconoce el efecto de cepas nativas de Metarhizium anisopliae en el control de garrapatas en hatos bovinos en las condiciones amazónicas de la provincia de Pastaza, Ecuador. El objetivo de este estudio fue evaluar la eficacia del aislamiento nativo de Metarhizium anisopliae (TI6301) para el control de garrapatas Rhipicephalus microplus teleoginas del ganado bovino en condiciones in vitro.
La investigación se realizó en el laboratorio de microbiología de la Universidad Estatal Amazónica (UEA) ubicado en el cantón Pastaza, provincia Pastaza, Ecuador. El clima de la región es clima semicálido o subtropical húmedo, con precipitaciones que oscilan entre 4000 y 4500 mm anuales, altitud de 900 msnm, humedad relativa promedio de 87% y temperaturas que varían entre 20 y 32 ºC (INAMHI 2014).
Para este estudio se utilizó el aislamiento nativo de Metarhizium anisoliae TI6301 que se encuentra conservado en el laboratorio de Microbiología de la UEA (Figura 1), el cuál proviene de la selección de entre 20 aislamientos como el más efectivo para el control de ninfas de Mahanarva andigena y adultos de picudos de la caña de azúcar Metamasius hemipterus.
Para la obtención de las distintas concentraciones, el conteo se realizó utilizando la metodología sugerida por Monzón (2001). Se tomó un gramo de arroz colonizado por el aislamiento TI6301 y se colocó en un tubo de ensayo que contenía 9 ml de agua destilada estéril y posteriormente se agitó en un vortex durante 3 minutos, hasta que se homogenizo completamente la suspensión. La concentración de conidios se determinó mediante una cámara de Neubauer con ayuda de un microscopio óptico con aumento de 40x y se realizó diluciones mediante la fórmula volumétrica (V1C1=V2C2) para la obtención de las cinco concentraciones requeridas para la inoculación a las garrapatas (Figura 2).
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| Figura 1. Aislamiento nativo de Metarhizium anisopliae TI6301 |
Figura 2. Concentraciones de conidios de Metarhizium anisopliae TI6301 |
La colecta se efectuó en la “Finca Rosita” cercana a las instalaciones de la UEA. Se seleccionaron cuatro bovinos adultos de 2 años al azar, machos y hembras en razón 1:1. Los animales se manejaron en concordancia con las normativas de bienestar animal de acuerdo con AGROCALIDAD (2016). Las garrapatas se obtuvieron directamente de la piel de los bovinos con una pinza entomológica, desprendiendose al contrario del pelo, mediante movimientos suaves de torsión, para evitar la ruptura del capítulo con las piezas bucales, que son partes vitales de las garrapatas. Los especímenes colectadas se almacenaron en tubos de ensayo cerrados con tapa de rosca y se transportaron hacia el laboratorio de microbiología según el método de Alvarado y Dixon (2010).
Los tratamientos fueron T0: control; agua destilada estéril+Tween 80® al 0.1%; T1: Amitraz® 1mL/L de agua; T2: Garrakill® 1mL/L de agua; T3: 1x106 conidios/mL; T4: 0.5x107 conidios/mL; T5: 1x107 conidios/mL; T6: 0.5x108 conidios/mL y T7: 1x10 8 conidios/mL de Metarhizium anisopliae (TI6301). Se utilizaron tres réplicas por cada tratamiento, cada réplica se conformó con 10 garrapatas adultas, para un total de 30 garrapatas por tratamiento.
Antes de proceder a la inoculación en el laboratorio, las garrapatas fueron desinfectadas por inmersión durante 30 segundos en hipoclorito de sodio al 0.1%, seguido de un lavado con agua destilada estéril. Posteriormente, se colocaron 10 insectos del mismo tamaño en cada cámara húmeda, que consistía de placas de petri de 90 mm de diámetro con papel filtro en el fondo, un algodón humedecido con agua destilada estéril, y se procedió a la inoculación (Figura 3). En cada tratamiento se registró la mortalidad acumulada total hasta el día 15 después de la inoculación (Figura 4).
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| Figura 3. Aplicación de tratamientos | Figura 4. Presencia de micelio sobre las garrapatas |
Se determinó la mortalidad de los insectos por cada tratamiento a través de la fórmula de Tierto (1994).
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Para la mortalidad corregida de los tratamientos en estudio se aplicó la fórmula de Abbott (1925).
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Finalmente, con los datos de mortalidad del último día de evaluación se determinó la dosis letal 50 (DL50) y la dosis letal 90 (DL 90) del aislamiento nativo de Metarhzium anisopliae TI6301 (Alcalde et al 2014).
Para comparar los tratamientos en cuanto a mortalidad acumulada total y corregida se realizó análisis de varianza, y para contrastar las medias se aplicó la prueba de Tukey (p<0,05). Para el análisis se empleó el programa Infostat (Di Rienzo et al 2017). Con los datos de dosis letal 50 (DL50) y 90 (DL90), se realizó análisis Probit, con el uso del programa SPSS versión 22.
En la Figura 5, se observa la mortalidad acumulada hasta el día 15 de evaluación. El T7 (1x108 conidios/mL) provocó la mayor mortalidad de garrapatas adultas (teleoginas), sin diferencias significativas con T6 (0.5x108 conidios/mL). Las mortalidades para los tratamientos químicos T1 (Amitraz® 1mL/L de agua) y T2 (Garrakill® 1mL/L de agua) fueron inferiores a las del bioplaguicida. En el tratamiento control no hubo mortalidad durante el estudio.
Los resultados obtenidos con la concentración 1x108 conidios/mL del aislamiento de Metarhizium anisopliae (TI6301) son superiores a los reportados por otros autores. Bautista et al (2017) al evaluar la eficacia de una cepa nativa de Metarhizium anisopliae en el control de garrapatas en campo mostraron una patogenicidad de 47.7% a los 10 días con la dosis de 1x108 conidios/mL. Al respecto, la eficacia de M. anisopliae puede variar en dependencia de la cepa, virulencia y condiciones de temperatura y humedad ambiental (Rodríguez- Alcocer et al 2014).
De hecho, la eficacia depende de la capacidad de la cepa del hongo entomopatógeno para penetrar directamente la cutícula de la garrapata, usando una combinación de mecanismos enzimáticos (proteasas, quitinasas) y físicos (mecanismos de presión) (Ojeda-Chi et al 2010; Pulido-Medellín et al 2015).
El uso de los acaricidas comerciales Amitraz® y Garrakill® provoco una eficacia inferior a 20% al aplicar la dosis que recomienda el fabricante. Sin embargo, Bautista et al (2017) obtuvieron una mortalidad del 20.7% al aplicar una dosis superior a la recomendada (2 ml/L). Las bajas mortalidades se deben a la resistencia de las garrapatas a los acaricidas comerciales, el cual es conferido principalmente por dos mecanismos fisiológicos (insensibilidad del sitio y desintoxicación metabólica), sólo o en combinación, estos dos mecanismos confieren resistencia a todas las clases disponibles de acaricidas (Alonso-Díaz et al 2006; Rodríguez-Vivas et al 2012). La resistencia de las garrapatas al Amitraz se está convirtiendo en un fenómeno común y se ha informado principalmente en R. microplus en México, Australia, India, Zambia y Kenya (Murigu et al 2016).
El tratamiento control, durante los 15 días de evaluación, no presentó mortalidad en ninguna repetición, esto demuestra que el experimento estuvo bien manejado. Al respecto, Arguedas et al (2008) establecieron que la mortalidad en el tratamiento control puede llegar máximo hasta (≤15%).
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| Figura 5. Mortalidad acumulada total de garrapatas adultas debido a la acción de
diferentes concentraciones de Metarhizium anisopliae y garrapaticidas químicos a los 15 días de la aplicación |
Respecto a la mortalidad corregida, el T7 (1x108 conidios/mL) presentó el mayor porcentaje de mortalidad (56,7%) con relación a los demás tratamientos debido a que en tratamiento control no hubo mortalidad (Figura 6).
En la Tabla 1, se observa que con un 95% de confianza la dosis letal media efectiva (DL50) hasta el día 15 es 6.01x107 conidios/mL; si se desea alcanzar una mortalidad de 90%, para el mismo periodo de tiempo sería necesario incrementar la dosis a 1.72x10 10 conidios/mL, lo que además incrementa la probabilidad de controlar mayor número de garrapatas.
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| Figura 6. Mortalidad corregida de garrapatas adultas debido a la acción de diferentes
concentraciones de Metarhizium anisopliae y garrapaticidas químicos a los 15 días de la aplicación |
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Tabla 1. Análisis Probit del efecto del aislamiento nativo de Metarhizium anisopliae TI6301 sobre garrapatas adultas B. microplus al día 15 de la aplicación |
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Aislamiento nativo de |
Pendiente |
Intercepto |
Dosis Letal (conidios/mL) |
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DL50 |
Límite |
Límite superior |
DL90 |
Límite |
Límite superior |
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TI6301 |
0.522 |
-4.057 |
6.01x107 |
2.28 x107 |
6.88x108 |
1.72x1010 |
1.14x109 |
3.51x1014 |
Un aumento de la concentración conidial está directamente relacionado con un incremento en la tasa de mortalidad de las garrapatas (Lopes et al 2007; Garcia et al 2011), las garrapatas tratadas con concentraciones mayores alcanzaron una mortalidad en menor tiempo (Pulido-Medellín et al (2015). En un estudio realizado por Arguedas et al (2008) observaron que las garrapatas tratadas con la concentración de 1x1010 conidios/mL, produjo un nivel de mortalidad alto a partir del tercer día en comparación a la concentración 1x109conidios/mL que presentó una mayor mortalidad a partir del quinto día. Es probable que se logre una potencialización de la patogenicidad del hongo, a través de exposiciones prolongadas del hongo sobre la cutícula de las garrapatas. En este sentido, la concentración de conidios en productos comerciales idealmente debería ser lo suficientemente alta como para alcanzar la eficacia deseada en el control de infestaciones de garrapatas (Garcia et al 2018). Sin embargo, la eficacia de M. anisopliae también está influenciado por varios factores ambientales y factores fisiológicos del hongo como viabilidad fúngica, resistencia al calor, tiempo de germinación, velocidad de crecimiento y producción de conidios (Ojeda-Chi et al 2010).
Finalmente, es preciso continuar con más estudios de nuevos aislamientos nativos, con el fin de seleccionar los de mejor potencial biológico para realizar ensayos a nivel de campo que permitan evaluar bajo condiciones multifactoriales, aislamientos nativos no sólo de Metarhizium anisopliae, sino de combinaciones con otros hongos entomopatógenos que demuestren su eficacia para el control de garrapatas en condiciones naturales de la Amazonía ecuatoriana.
Abbott W 1925 A method of computing the effectiveness of an insecticide. Journal of Economic Entomology, 18(2): 265-267
AGROCALIDAD 2016 Agencia Ecuatoriana de Aseguramiento de la Calidad del Agro. Guía de buenas practicas pecuarias en la produccion de ganando bovino de carne. Quito, Ecuador, pp. 42. http://www.agrocalidad.gob.ec/wp-content/uploads/Buenas-Pra%CC%81cticas-Pecuarias-en-la-Produccio%CC%81n-de-Ganaderi%CC%81a-de-Carne.pdf
Alcalde J, Roldán J, Saravia V y Collantes L 2014 Efecto Biocida de diferentes concentraciones de Metarhizium anisopliae ccb-le302 y Beauveria Bassiana CCB-LE265 sobre larvas III de Aedes aegypti. UCV – Scientia, 6(1): 33-41
Alonso-Díaz M, Rodríguez-Vivas R, Fragoso-Sánchez H y Rosario-Cruz R 2006 Resistencia de la garrapata Boophilus microplus a los ixodicidas. Archivos de Medicina Veterinaria, 38(2): 105-113
Alvarado R y Dixon J 2010 Identificación de las principales especies de garrapatas que afectan al ganado bovino en el municipio de Mulukuku, RAAN. Tesis de Licenciatura, Universidad Nacional Agraria, UNA. Managua, Nicaragua, pp. 37.
Arguedas M, Álvarez V y Bonilla R 2008 Eficacia del hongo entomopatógeno Metharrizium anisopliae en el control de Boophilus microplus (Acari: Ixodidae). Agronomía Costarricense, 32(2): 137-147
Bautista A, Pimentel R y Gómez-Vázquez A 2017 Control biológico de Rhicephalus (Boophilus) microplus con hongos entomopatógenos. Revista Iberoamericana de las Ciencias Biologicas y Agropecuarias. 6(12). http://www.ciba.org.mx/index.php/CIBA/article/view/68/322
Di Rienzo J A, Casanoves F, Balzarini M G, González L y Robledo C W 2017 InfoStat v. 2012. http://www.infostat.com.ar/
Garcia M, Monteiro A, Szabó M, Mochi D, Simi L, Carvalho W, Tsuruta S y Barbosa, J 2011 Effect of Metarhizium anisopliae fungus on off-host Rhipicephalus (Boophilus) microplus from tick-infested pasture under cattle grazing in Brazil. Veterinary Parasitology, 181: 267– 273
Garcia M, Rodrigues V, Monteiro A, Simi L, Higa L, Martins M, Prette N, Mochi D, Andreotti R y Szabó M 2018 In vitro efficacy of Metarhizium anisopliae sensu lato against unfed Amblyomma parvum (Acari: Ixodidae). Experimental and Applied Acarology, 76:507–512
INAMHI 2014 Instituto Nacional de Meteorología e Hidrología. Anuario Meteorológico. Quito, Ecuador, pp. 28. http://www.serviciometeorologico.gob.ec/wp-content/uploads/anuarios/meteorologicos/Am%202011.pdf
Lopes R, Alves B, Padulla L y Pérez C 2007 Eficiência de formulações de Beauveria bassiana e Metarhizium anisopliae para o controle de ninfas de Amblyomma cajennense (Fabricius, 1787). Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária, 16:27–31
Monzón A 2001 Producción, uso y control de calidad de hongos entomopatógenos en Nicaragua. Manejo Integrado de Plagas (Costa Rica), 63: 95-103
Murigu M, Nana P, Waruiru R, Nga’nga C, Ekesi S y Maniania K 2016 Laboratory and field evaluation of entomopathogenic fungi for the control of Amitraz-resistant and susceptible strains ofRhipicephalus decoloratus. Veterinary Parasitology, 225: 12–18
Ojeda-Chi M, Rodriguez-Vivas R, Galindo-Velasco E y Lezama-Gutiérrrez R 2010 Laboratory and field evaluation of Metarhizium anisopliae (Deuteromycotina: Hyphomycetes) for the control of Rhipicephalus microplus (Acari: Ixodidae) in the Mexican tropics. Veterinary Parasitology, 170(3-4): 348–354
Polanco D y Ríos L 2016 Aspectos biológicos y ecológicos de las garrapatas duras. Corpoica Ciencia Tecnología Agropecuaria, 17(1): 81-95
Pulido-Medellín M, Rodríguez-Vivas R, García-Corredor D, Díaz-Anaya A y Andrade-Becerra R 2015 Evaluación de la Eficacia de la Cepa MaF1309® de Metarhizium anisopliae en el Control Biológico de Garrapatas Adultas de Rhipicephalus microplus en Tunja, Colombia. Revista de la Facultad de Ciencias Veterinarias, 56(2): 75-81
Rodríguez C y Pulido N 2015 Eficacia de extractos vegetales sobre la garrapata adulta Rhipicephalus (Boophilus) microplus y su oviposición. Revista Cubana de Plantas Medicinales, 20(4): 375-388
Rodríguez-Alcocer U, Rodríguez-Vivas R, Ojeda-Chi M, Galindo-Velasco E y Lezama-Gutiérrez R 2014 Eficacia de la mezcla de dos cepas de Metarhizium anisopliae (Deuteromycotina: Hyphomycetes) para el control de Rhipicephalus microplus en infestaciones naturales en bovinos. Tropical and Subtropical Agroecosystems, 17 (2): 223-229
Rodríguez-Vivas R, Hodgkinson J y Trees A 2012 Resistencia a los acaricidas en Rhipicephalus (Boophilus) microplus: situación actual y mecanismos de resistencia. Revista Mexicana de Ciencias Pecuarias, 3(Supl 1): 9-24
Rodríguez-Vivas R, Rosado-Aguilar J, Ojeda-Chi M, Pérez-Cogollo L, Trinidad-Martínez I y Bolio-González M 2014 Control integrado de garrapatas en la ganadería bovina. Ecosistemas y Recursos Agropecuarios, 1(3): 295-308
Tierto N 1994 The ability of powders and slurries from ten plant-species to protect. Stored grain from attack by Prostephanus truncatus Horn (Coleoptera: Bostrichidae) y Sitophilus oryzae L. (Coleoptera: Curculionidae). Journal of Stored Products Research, 30(4): 297-301
Vasco K 2012 Estandarización de la técnica de análisis de fusión de alta resolución para la detección de Babesia en garrapatas utilizando polimorfismos de nucleótidos. Tesis de Médico Veterinario Zootecnista, Universidad Central del Ecuador, Quito, Ecuador, pp. 83.
Received 7 March 2020; Accepted 7 June 2020; Published 1 July 2020